D. von Willert, E. SchneiderTeufelskralle: Anbau und

Pflanzliche Antirheumatika

In der Arzneimitteltherapie rheumatischer Erkrankungen hat in den letzten Jahren auch der Trend zu Phytopharmaka Einzug gehalten [1, 5]. Neben Weidenrinde und Pappelblättern werden vor allem Zubereitungen aus der Wurzel der südafrikanischen Teufelskralle (Harpagophytum procumbens, Pedaliaceae) eingesetzt [16]. Die in der Monographie der Kommission E sowie in der ESCOP-Monographie [3, 6] genannte Anwendung zur unterstützenden Therapie degenerativer Erkankungen des Bewegungsapparates weist auf das Fehlen einer kausalen Therapie bei diesem Krankheitsbild hin und spiegelt die positiven klinischen Ergebnisse mit Teufelskralle bei überwiegend chronischen rheumatischen Arthritiden und Arthrosen wider [17].

Teufelskrallenwurzel aus Wildsammlung

Mit steigender Verordnung und Anwendung steigt auch der Bedarf an Rohstoff. Im Falle der Teufelskralle sind dies die geschnittenen und getrockneten sekundären Speicherwurzeln, die bis zu 2 Meter tief im Boden liegen. Zur Gewinnung wird die Wurzel heute noch ausschließlich durch Wildsammlung in den Halbwüsten der Kalahari im südlichen Afrika (Namibia, Südafrika, Botswana) gegraben.

Neben der Gefahr der Übersammlung bei steigendem Bedarf birgt die unkontrollierte Sammlung eine Zerstörung des empfindlichen Habitats, da die Gruben häufig nicht wieder verfüllt werden und auch die - für das Weiterleben der Pflanze nötige - Primärwurzel als Verfälschung gesammelt wird.

Aus diesem Grund hat Deutschland auf der CITES-Konferenz in Kenya im März 2000 den Antrag gestellt, die im südlichen Afrika vorkommenden Arten der Gattung Harpagophytum unter das Washingtoner Artenschutzabkommen zu stellen [2]. Die Entscheidung wurde vertagt und die beteiligten Staaten aufgefordert, valide Daten über das Vorkommen der Pflanze, ihre Gefährdung und den Bedarf in den Importländern zu sammeln [4].

Kontrollierte Wildsammlung und Anbau

Da dies in den letzten Jahren schon absehbar war, wurde verschiedentlich über Bemühungen zur kontrollierten Wildsammlung im natürlichen Habitat [13, 14] und über erste Versuche zum Anbau von Teufelskralle im südlichen Afrika [9, 12] berichtet.

Hier wird nun ein Projekt vorgestellt, das beide Formen der Gewinnung vereinigt mit dem Ziel, einerseits die geregelte und kontrollierte Wildsammlung im natürlichen Verbreitungsgebiet zu fördern und andererseits einen Anbau von definiertem, qualitativ hochwertigem Pflanzenmaterial der Teufelskralle auf Farmen in der Kalahari Südafrikas zu ermöglichen. Dabei sollen sich beide Methoden ergänzen und ein gegenseitiger Austausch von Know-how erfolgen, um eine nachhaltige, habitatschonende Nutzung der genetischen Ressource Teufelskrallenwurzel zu ermöglichen.

Grundlage dafür bildet eine Datensammlung zur Biologie und Ökologie der Teufelskralle am natürlichen Standort, da die bisher vorliegenden Kenntnisse nicht ausreichen. Dazu werden ökologische Begleituntersuchungen mit modernen Methoden zur Ökophysiologie der Pflanzen durchgeführt (Abb. 1) [19] und die Inhaltsstoffe der Teufelskrallenwurzel nach den neuen Erkenntnissen analysiert [1, 8].

Die Ergebnisse kommen der technologischen und wissenschaftlichen Entwicklung der Bewohner im Ursprungsgebiet der Teufelskralle zugute, da hieraus Pflanzenmaterial mit hoher Qualität für den Anbau am Wildstandort entwickelt und Materialien zur Schulung der Sammler, wie etwa ein illustriertes Handbuch für die nachhaltige Wildsammlung von Qualitätsdroge, erstellt werden. Auch die Naturschutzbehörden erhalten durch diese Maßnahme Unterstützung in ihrem Bemühen um den Erhalt der Biodiversität. Dadurch sollen die Gemeinden in den Halbwüstengebieten gestärkt und Arbeitsplätze gesichert werden.

Getragen wird das Projekt durch eine Kooperation der Farm Avontuur, Südafrika, mit einem Firmenkonsortium aus Fa. Salus-Haus, Bruckmühl, Fa. Bioforce, Roggwil, und Fa. Parceval, Südafrika. Für die wissenschaftlichen Begleituntersuchungen sind neben der Südafrikanischen Naturschutzbehörde auch eine Universität in Südafrika und das Institut für Ökologie der Pflanzen, Universität Münster, am Projekt beteiligt. Aufgrund dieser breiten Zielsetzung wird dieses Projekt von der Deutschen Gesellschaft für Technische Zusammenarbeit GmbH (GTZ) im Rahmen des Private Public Partnership-Programms des Bundesministeriums für wirtschaftliche Zusammenarbeit und Entwicklung (BMZ) gefördert: PPP-Maßnahme 39/99, Teufelskralle aus Südafrika.

Ökologische und analytische Methoden

Zur Erfassung der ökologischen Parameter wird eine kontinuierliche Messung der Umweltdaten am natürlichen Wuchsort in der Kalahari in Südafrika durchgeführt und mit den Inhaltsstoffbestimmungen an regelmäßig gezogenen Mustern von definierten Einzelpflanzen verglichen.

Mesoklima

Die Messung und Registrierung der Klimaparameter wurde mit einer Klimastation der Fa. Thiess (Göttingen) vorgenommen. Insgesamt wurden folgende Parameter erfasst: Lufttemperatur und Luftfeuchte in 1,80 m Höhe über der Bodenoberfläche, Temperatur an der Bodenoberfläche sowie in 10 und 30 cm Tiefe, photosynthetisch aktive Strahlung zwischen 400 und 700 nm (PAR), Windgeschwindigkeit und Niederschlag. Die anliegenden Signale wurden über einen Zeitraum von 10 Minuten gemittelt und in einem Datalogger gespeichert.

Chlorophyll-a-Fluoreszenz

Die Chlorophyll-a-Fluoreszenz der Blätter von Harpagophytum procumbens wurde mit einem puls-amplituden modulierten Fluorometer (PAM-2000, Fa. Walz, Effeltrich) in der Kalahari gemessen (Abb. 1). Die Messungen dienten der Beurteilung der Vitalität der Pflanzen und der Messung der Integrität ihres Photosyntheseapparates. Mit Hilfe dieser Messungen lassen sich Stresssituationen der Pflanzen frühzeitig erkennen.

Wasserzustand der Pflanzen und des Bodens

Der Wasserzustand der Pflanzen wurde entweder "predawn" oder im Tagesgang (Messung etwa alle 30 Minuten) mit der Druckkammer nach Scholander bestimmt.

Wassergehalt und Wasserbewegungen im Boden wurden mit im Boden eingegrabenen TRIME-Sensoren (Fa. Imko, Ettlingen) kontinuierlich registriert. Die Sensoren befinden sich in 20, 50, 80, 110 und 150 cm Bodentiefe. Die anliegenden Signale wurden alle 10 Minuten erfasst und in einem Datalogger gespeichert.

Probennahme und Wüchsigkeit der Pflanzen

In Abständen von Monaten wurden alle Knollen einer Pflanze ausgegraben. Dabei wurde ihre Lage im Boden protokolliert und das gesamte Wurzelsystem nach Auslegen auf dem Boden fotografiert. Von allen Knollen einer Pflanze wurden getrennte Proben genommen und diese sofort bei 70 Grad Celcius im Trockenschrank bis zur Gewichtskonstanz getrocknet. Die trockenen Proben wurden in Münster in einer Achatmühle pulverisiert. In Aliquots des Pulvers wurden der Harpagosidgehalt sowie der Kohlenstoff- und Stickstoffgehalt bestimmt. Pro Erntezeitpunkt wurden mindestens 8 Pflanzen vollständig ausgegraben.

An ausgewählten Pflanzen wurde die Wüchsigkeit (Abschätzung des Zuwachs an oberirdischer Biomasse) als Zunahme der Sprosslänge und Anzahl der Blätter in regelmäßigen Abständen während der Vegetationsperiode bestimmt.

Inhaltsstoffbestimmungen

Die Bestimmung des Gehaltes an Harpagosid erfolgt nach der Monographie Harpagophyti radix des Europäischen Arzneibuchs [7]. Mit den neueren HPLC-Methoden [1, 5, 8] wird eine Auftrennung der Iridoide und weiterer Inhaltsstoffe vorgenommen. (Eine Veröffentlichung hierzu ist in Vorbereitung.)

Erste Ergebnisse

Harpagophytum procumbens zeigt als Pflanze arider Gebiete ganz andere physiologische Abläufe als Pflanzen in unseren Breiten. Diese Besonderheiten sind eine Anpassung an die harschen ökologischen Bedingungen des Habitats und zum Überleben der Pflanze notwendig [18]. Dadurch wird auch der Gehalt an Inhaltsstoffen beeinflusst.

Bisher an Harpagophytum durchgeführte ökologische Untersuchungen [10] wurden leider nicht von systematischen Inhaltsstoffuntersuchungen begleitet. Erstaunlich ist, welche Variationsbreite des Harpagosidgehaltes unsere systematischen Untersuchungen eines Standortes zeigen, die zu völlig anderen Ergebnissen führen als bisherige pharmakognostische Literaturdaten [12].

Harpagosidgehalt in den Knollen einer Pflanze

Im Verlaufe eines Jahres wurden auf einer ca. 200 x 220 m großen Fläche in Abständen von jeweils etwa 3 Monaten ganze Pflanzen ausgegraben und der Harpagosidgehalt der einzelnen Knollen jeder Pflanze bestimmt. Es zeigte sich in allen Fällen, dass der Harpagosidgehalt in den verschiedenen Sekundärknollen einer Pflanze erheblich variiert. Es wurden Gehalte zwischen 0,3 und 3,5% Harpagosid (in Trockenmasse) ermittelt.

Abbildung 2) zeigt die Verteilung des Harpagosids in den Knollen einer Pflanze, die im September 1998 vollständig ausgegraben wurde. Die Harpagosidgehalte variieren für die Knollen dieser Pflanzen von 0,94 bis 3,20%. Die bei dieser Pflanze deutliche Zunahme des Harpagosids mit zunehmender Entfernung von der Mutterknolle wurde zwar mehrfach gefunden, trat aber nicht immer auf und kann daher nicht generalisiert werden.

Harpagosidgehalt verschiedener Pflanzen eines Standortes

Im Dezember 1998 wurden 12 Pflanzen auf der genannten Fläche vollständig ausgegraben und der Harpagosidgehalt in allen Knollen dieser Pflanzen bestimmt. Aus dem Harpagosidgehalt der Knollen jeder Pflanze wurden der Mittelwert und die Standardabweichung errechnet (Abb. 3).

Man erkennt deutlich, dass der durchschnittliche Harpagosidgehalt aller Knollen von Pflanze zu Pflanze erheblich variiert. Der niedrigste durchschnittliche Gehalt betrug 1,26% (Pflanze D4), der höchste durchschnittliche Gehalt 2,94% (Pflanze D5). Der durchschnittliche Harpagosidgehalt variiert zwischen den Pflanzen etwa in gleichem Maße wie der Harpagosidgehalt zwischen den Knollen einer Pflanze.

Die bisher präsentierten Ergebnisse machen deutlich, dass die Bestimmung der Leistungsfähigkeit einer Pflanze, Harpagosid zu bilden und zu speichern, unbedingt verlangt, alle Knollen einer Pflanze in diese Bestimmung einzubeziehen, denn nur dann lassen sich Pflanzen mit gutem von solchen mit weniger gutem Harpagosidgehalt unterscheiden. Nur selten sind wir aber auf so eindeutige Unterschiede wie zwischen den Pflanzen D4 und D5 gestoßen. Es ist nicht auszuschließen, dass diese Unterschiede vom Gesamtalter und/oder der Vitalität dieser Pflanzen bestimmt werden. Leider ist es bei Wildpopulationen nicht möglich, eine konkrete Angabe des Alters der Teufelskralle-Pflanze zu machen.

Jahresgang des Harpagosidgehaltes in einer Population

Es ist angedeutet worden, dass der Harpagosidgehalt in den Knollen einer jahreszeitlichen Veränderung unterliegt [12]. Mit Kenntnis der Verteilung des Harpagosidgehaltes in den Knollen einer einzelnen Pflanze sowie aller Pflanzen eines Standortes zu einem bestimmten Erntezeitpunkt ist größte Sorgfalt bei der Beantwortung der Frage geboten, ob auch ein Jahresgang des Harpagosidgehaltes vorliegt. Wir haben zu 5 unterschiedlichen Zeiten innerhalb eines Jahres zwischen 7 und 12 Pflanzen ausgegraben und den Harpagosidgehalt in allen Knollen dieser Pflanzen bestimmt (Abb. 4).

Die statistische Analyse dieser Daten ergab, dass die Harpagosidgehalte Ende Mai hochsignifikant von denen Ende Dezember und signifikant von denen Mitte März verschieden sind. Zusätzlich sind die Gehalte Anfang September und Ende Dezember signifikant verschieden.

Die Frage eines Jahresgangs des Harpagosidgehaltes in den Knollen ist aus mehreren Gründen nicht eindeutig zu beantworten:

• Es handelt sich bei unserer Untersuchung um wildwachsende Pflanzen, deren Gesamtalter nicht bekannt ist. Das Alter der Pflanze hat aber, wie wir wissen, einen Einfluss auf den Harpagosidgehalt.
• Der Harpagosidgehalt (% in Trockenmasse) kann auch dadurch verändert werden, dass sich durch Einlagerung oder Mobilisierung von Speicherstoffen die Bezugsgröße ändert.

Unabhängig von der Klärung dieser Fragen ist die Änderung des mittleren Harpagosidgehaltes im Jahresgang nicht so gravierend, dass der Erntezeitpunkt die Qualität der Droge übermäßig beeinflussen würde.

Gibt es geographische Rassen?

In ihrer Studie über den Harpagosidgehalt in den Sekundärknollen von Harpagophytum procumbens entlang eines Süd-Nord-Gradienten in Namibia stellen Schmidt et al. [12] eine deutliche Abhängigkeit des Harpagosidgehaltes vom Wuchsort fest. Eine klare Zuordnung zu einer geographischen Breite liegt aber nicht vor.

Leider wird in der Arbeit nicht angegeben, wie die Probennahme vorgenommen wurde. Da keine Mittelwerte und Standardabweichungen angegeben werden, liegt der Schluss nahe, dass sich die Angaben in der Arbeit von Schmidt et al. [12] auf eine Probe pro Standort beziehen. Trägt man diese Daten zusammen mit denen von uns auf der Farm Avontuur gesammelten Daten in einer Graphik (s. Abb. 5) auf, erkennt man, dass die Streuung des Harpagosidgehaltes entlang des Süd-Nord-Gradienten in Namibia genau so groß ist wie die Streuung des Harpagosidgehaltes in den verschiedenen Knollen einer Pflanze (S4) bzw. in den verschiedenen Pflanzen eines Standortes zu einem bestimmten Erntezeitpunkt (Dez. 98).

Angesichts dieses Sachverhaltes scheint die Diskussion über geographische Rassen und standortspezifische Harpagosidgehalte im Sinne von Chemotypen überflüssig. Um diese Diskussion sinnvoll führen zu können, bedarf es noch weiterer Untersuchungen, die insbesondere darauf abzielen müssen, die verschiedenen Einflussfaktoren wie Klima, Pflanzenalter, Knollenalter etc. auf den Harpagosidgehalt näher zu charakterisieren. Durch Einbeziehung geklonter Pflanzen in eine systematische Untersuchung wird sich außerdem die Frage klären lassen, ob genetische oder andere Faktoren den Harpagosidgehalt bestimmen.

Optimierter Anbau von Harpagophytum

Einen ersten Schritt zur Steigerung des Harpagosidgehaltes stellt eine Anzucht von Harpagophytum procumbens aus Samen und der Anbau dieser Keimlinge unter möglichst optimalen Bedingungen dar. In Südafrika liegt das Hauptverbreitungsgebiet in der südlichen Kalahari. Wegen der extremen Wasserarmut dieses Gebietes verbietet sich eine künstliche Bewässerung von Kulturen. Der Farmer von Avontuur, Gert Olivier, hat aber ein System entwickelt, um Regenwasser im Boden zurückzuhalten und für Kulturen zu nutzen. Hierüber wird auf der Homepage von G. Olivier ausführlich berichtet [11]. Dieses "rain-harvesting"-Verfahren wurde verwendet, um Harpagophytum procumbens unter stark verbesserter Wasserversorgung anzubauen.

Es wurde wie folgt vorgegangen: Im Gewächshaus des Instituts für Ökologie der Pflanzen in Münster wurden Jungpflanzen aus Samen herangezogen. 3 Monate nach der Keimung hatten diese Pflanzen hinreichend große Mutterknollen ausgebildet. Stellt man das Gießen ein, vertrocknen die Sprosse innerhalb einer Woche. Die so gewonnenen Mutterknollen (Abb. 7a) wurden in die vorbereiteten Anzuchtflächen in der Kalahari gepflanzt. Die Pflanzung erfolgte im Oktober 1998. Im März 2000 wurden die Pflanzen, die zu 100% weiterwuchsen, geerntet und lieferten zwischen 2,5 und 3 kg frische Sekundärknollen (Abb. 7b).

Für das so kultivierte Pflanzenmaterial ist das Gesamtalter der Pflanze bekannt und im ersten Jahr nach Ausbringen der Mutterknollen auch das Alter der Sekundärknollen. Das einheitliche Pflanzen- und Knollenalter führt zu einer geringeren Streuung der Harpagosidgehalte in den Sekundärknollen (Abb. 6).

Zusammenfassung

Die Ergebnisse nach Durchführung von über 700 Einzelpflanzenanalysen deuten darauf hin, dass der Gehalt an Inhaltsstoffen der Südafrikanischen Teufelskrallenwurzel nicht so sehr durch genetische Unterschiede, sondern mehr durch endogene Faktoren (z. B. Knollenalter, Pflanzenalter etc.) sowie ökologische Faktoren und eine daraus abgeleitete Kulturführung im Anbau beeinflusst wird.

Wir gehen davon aus, dass auf der Basis dieser Daten innerhalb der nächsten beiden Jahre ein wirtschaftlich nutzbarer Anbau von Teufelskralle beginnen kann. Gleichzeitig können die dabei gewonnenen Erkenntnisse auf eine kontrollierte Wildsammlung und die habitatschonende Kultur am Wildstandort zum Nutzen der Gemeinden in der Kalahari Südafrikas angewendet werden.

Da die Ergebnisse des Projektes auch anderen Sammelgebieten zugute kommen sollen, wird hiermit ein wichtiger Beitrag zum Artenschutz geleistet, denn die Wildvorkommen sowohl der echten Teufelskralle Harpagophytum procumbens als auch der häufig gesammelten Verfälschung Harpagophytum zeyheri werden geschont.

Eine nachhaltige Versorgung mit qualitativ hochwertigem Rohstoff für die Phytotherapie rheumatischer Erkrankungen ist damit für die Zukunft sichergestellt.

Danksagung: Dem Farmer Gert Olivier, Kuruman, Südafrika gilt besonderer Dank für die Erlaubnis zur Durchführung der Arbeiten und seine Unterstützung.

Das Projekt wird von der Deutschen Gesellschaft für Technische Zusammenarbeit (GTZ) GmbH, Eschborn im Rahmen der "Private Public Partnership" (PPP)-Maßnahme 39/99 Teufelskralle aus Südafrika gefördert.

Literatur [1] Baghdikian B., Lanhers M.C., Fleurentin J., et al.: An analytical study, anti-inflammtory and analgesic effects of Harpagophytum procumbens and H. zeyheri. Planta Med. 63, 171 - 176 (1997). [2] BfN, Bundesamt für Naturschutz: Steckbrief - Die Teufelskralle, eine durch Übernutzung selten gewordene Heilpflanze aus dem südlichen Afrika. Bonn, 14.3.2000. [3] Aufbereitungsmonographie der Kommission E: Harpagophyti radix (Südafrikanische Teufelskrallenwurzel). Bundesanzeiger Nr. 43, 2. 3. 1989 und Nr. 164, 1. 9. 1990. [4] CITES, Convention on international trade in endangered species of wild fauna and flora, 2000, Document 10.60: Inclusion of Harpagophytum procumbens and look-alike H. zeyheri in Appendix II, Com. 11.11: Regarding the biological and trade status of Harpagophytum. www.wcmc.org.uk/CITES/eng/index.shtml. [5] Eich J., Schmidt M., Betti G.: HPLC analysis of iridoid compounds of Harpagophytum taxa: quality control of pharmaceutical drug material. Pharm. Pharmacol. Lett. 8, 75 - 78 (1998). [6] ESCOP monograph. Fascicule 2: Harpagophyti radix (devil's claw). European Scientific Cooperative on Phytotherapy, Exeter, UK, 1997. [7] Europäisches Arzneibuch 1997 (3. Ausgabe), Monographie Teufelskrallenwurzel (Harpagophyti radix), S. 1723 - 1724. [8] Feistel B.: Analytische Identifizierung von Radix Harpagophyti procumbentis und Radix Harpagophyti zeyheri. 3. Finzelberg-Symposium, Bad Neuenahr-Ahrweiler, 18./19. Mai 2000. [9] Gouws A.: Woestynplant getem tot plaasgewas. Landbouweekblad, 1101, 28 - 30 (1999). [10] Leloup S.: An ecophysiological approach of the population dynamics of the Grapple plant Harpagophytum procumbens DC. B Gaborone NIR (1985). [11] Olivier G.: Internet-Homepage zum "rain-harvesting"-Verfahren. www.harpago.co.za (2000). [12] Schmidt M., Eich J., Kreimeyer J., Betti G.: Anbau der Teufelskralle - ein Projekt in Namibia. Dtsch. Apoth. Ztg. 138, 4540 - 4549 (1998). [13] Schneider E.: Sustainable use in semi-wild populations of Harpagophytum procumbens in Namibia. Medicinal Plant Conservation, Newspaper of the IUCN Medicinal Plant Specialist Group (Bonn), Vol. 4, 7 - 9 (1997). [14] Schneider E.: Kultur am Wildstandort - eine Möglichkeit zum Schutz wildwachsender Arzneipflanzen. Drogenreport 11 (Nr. 20), 20 - 22 (1998). [15] Schulz V., Hänsel R.: Rationale Phytotherapie. Springer-Verlag, Berlin u.a. 1996. [16] Wegener T.: Die Teufelskralle in der Therapie rheumatischer Erkrankungen. Z. Phytother. 19, 284 - 294 (1998). [17] Wenzel P., Wegener T.: Teufelskralle, ein pflanzliches Antirheumatikum. Dtsch. Apoth. Ztg. 135, 1131 - 1144 (1995). [18] Willert D.J.v., Eller B.M., Werger M.J.A., Brinckmann E., Ihlenfeldt H.-D.: Life strategies of succulents in deserts. Cambridge Studies in Ecology, Cambridge University Press, Cambridge 1992. [19] Willert D.J.v., Matyssek R., Herppich W.: Experimentelle Pflanzenökologie. Grundlagen und Anwendungen. Thieme, Stuttgart 1995.